Natürliche Killerzellen sind neben T- und B-Lymphozyten die dritte Lymphozytenpopulation des Blutes. Ihre wichtigste Funktion im Rahmen der zellulären Immunabwehr ist die Abtötung virusinfizierter und tumorös entarteter Zellen. Im Unterschied zu den zytotoxischen CD8-Lymphozyten unterliegen sie nicht der MHC-Restriktion, d. h. sie entwickeln eine unspezifische, schnelle und natürliche Abwehr gegen veränderte körpereigene Zellen (first line of defence).

NK-Zellen vermögen Tumorzellen und virusinfizierte Zellen sehr effektiv zu attackieren, insbesondere dann, wenn sie durch körpereigene Zytokine der T-Helferzellen und der Makrophagen voraktiviert sind (LAK/Lymphokin-aktivierte Killerzellen). Wichtig sind dabei besonders Interleukin-12 (IL-12), Interleukin-2 (IL-2) und Interferon-γ (IFN-γ). Daraus ergibt sich, dass die NK-Zellfunktion nicht unabhängig von der Funktion anderer Immunzellen gesehen werden kann. 

Angeborene Immundefekte der NK-Zellen sind sehr selten. Von größerer Bedeutung sind sekundäre Funktionsdefizite der NK-Zellen bei Tumorerkrankungen oder chronischen Infektionen und Entzündungen. Durch notwendige belastende Behandlungen wie Bestrahlung, Chemotherapie oder auch länger andauernde antibiotische Therapien werden diese verstärkt. Die Verbesserung der NK-Zell-Zytotoxizität durch eine immunstimulierende Behandlung stellt eine wichtige Maßnahme bei der Immunrestauration dar.

Eine verminderte Funktion der NK-Zellen kann auch eine Ursache für chronische Virusinfektionen sein. Insbesondere Reaktivierungen latenter Virusinfektionen (Cytomegalievirus, Epstein-Barr-Virus und andere Herpes-Viren) sind zu nennen.

Die isolierte Bestimmung der NK-Zellzahl im peripheren Blut durch Immunphänotypisierung ist nicht ausreichend. Entscheidend ist die FUNKTION dieser wichtigen Abwehrbarriere. Die Untersuchung der NK-Zellfunktion erfolgt mit dem NK-Zell-Zytotoxizitätstest. Bei diesem Test werden K562-Tumorzellen mit dem fluoreszierenden Membranfarbstoff Calcein markiert und anschließend unter standardisierten Bedingungen mit den NK-Zellen des Patienten ko-kultiviert. Bei dem durch die NK-Zellen induzierten Apoptoseprozess der Tumorzellen wird der Farbstoff Calcein freigesetzt, der dann quantitativ im Kulturüberstand bestimmt werden kann (siehe Abb.2). 

Durch Paralleluntersuchung standardisierter Kontrollansätze kann der prozentuale Anteil an Tumorzellen bestimmt werden, der von den NK-Zellen des Patienten zerstört wurde. Diese spontane NK-Zell-induzierte Apoptoserate stellt die aktuelle NK-Zellfunktion des Patienten dar (siehe Musterbefund).

Parallel zur Untersuchung der spontanen NK-Zellfunktion werden in einem parallel durchgeführten Laboransatz die NK-Zellen des Patienten zusätzlich mit dem Zytokin Interleukin 2 (IL-2) stimuliert. Die prozentuale Steigerung der Lysekapazität drückt die Aktivierbarkeit der Patienten-NK-Zellen aus. Das Ergebnis gibt Aufschluss darüber, welche Erfolgsaussichten eine Immunstimulation im individuellen Fall hätte. In den Fällen, wo auch mit dem Stimulator IL-2 keine nennenswerte Steigerung im Test möglich ist, sollte eine weiterführende Diagnostik mit der Bestimmung der NK-Zellzahl (zellulärer Immunstatus) und/oder dem LTT-Immunfunktion (Funktion der Helferzellen) erfolgen.

Mit Immunstimulantien können NK-Zellen mehr oder weniger gut aktiviert werden. Mit dem NK-Zell-Modulatortest kann man Präparate vor deren Einsatz dahingehend untersuchen, inwieweit sie bei dem betreffenden Patienten zur NK-Aktivierung in der Lage sind. Die Immunaktivierung von NK-Zellen wird an Hand der Expression von CD69 auf ihrer Oberfläche erfasst. Die Beurteilung erfolgt an Hand der Steigerung der CD69-Expression unter Zugabe des Präparates im Vergleich zu einem nicht ko-stimulierten Kulturansatz von Patienten-NK-Zellen.

NK-Zell-Zytotoxizitätstest: 10 ml Heparin-Blut
NK-Zell-Modulatortest: 10 ml Heparin-Blut

Das Blutentnahme- und Versandmaterial wird vom Labor kostenfrei zur Verfügung gestellt.

Eine Abrechnung ist nur im privatärztlichen Bereich (GOÄ) gegeben. Für Selbstzahler (IGeL) entnehmen Sie bitte die aktuellen Untersuchungspreise dem PDF-Dokument.

• Roden MM, Lee KH, Panelli MC, Marincola FM. A novel cytolysis assay using fluorescent labeling and quantitative fluorescent scanning technology. J Immunol Methods. 1999 Jun 24;226(1-2):29-41